一、蛋白聚體形成的原因

結(jié)構(gòu)不穩(wěn)定、暴露疏水表面

蛋白本身結(jié)構(gòu)不穩(wěn)定或變性使疏水氨基酸暴露，與其他分子的疏水區(qū)域結(jié)合，促進(jìn)聚集。

濃度過高

高濃度表達(dá)/純化狀態(tài)下，蛋白分子之間相互作用幾率增加，誘導(dǎo)聚集。

不適宜的pH與鹽離子強(qiáng)度

蛋白遠(yuǎn)離等電點（pI）時帶電荷，極易因電荷中和/屏蔽而聚集。某些離子可穩(wěn)定或破壞蛋白間作用。

氧化、化學(xué)修飾

半胱氨酸氧化，形成異常二硫鍵；甲硫氨酸、賴氨酸等被修飾，導(dǎo)致空間構(gòu)象改變，進(jìn)而聚集。

缺乏分子伴侶（chaperone）輔助折疊

原核、真核表達(dá)系統(tǒng)里，某些蛋白不易被正常折疊，誤折導(dǎo)致包涵體（聚體）形成。

溫度、剪切力等物理因素

劇烈震蕩、凍融、加熱均可造成蛋白變性和聚集。

長時間存放

蛋白隨時間發(fā)生構(gòu)象變化，聚集逐漸形成不溶或非功能性聚體。

二、蛋白聚體的解決方法

1. 優(yōu)化表達(dá)與折疊條件

降低誘導(dǎo)溫度：重組表達(dá)時（如大腸桿菌），降低誘導(dǎo)溫度（如16–25°C），減慢折疊過程，減少包涵體。

降低表達(dá)量：調(diào)控誘導(dǎo)劑（如IPTG）用量，不要“大量暴力表達(dá)”。

加入分子伴侶：如GroEL/GroES、DnaK等輔助折疊，防止錯誤聚集。

2. 純化過程優(yōu)化

合理選擇緩沖液：包含適當(dāng)?shù)膒H、鹽濃度、防止蛋白帶電中和（聚集往往在等電點附近加劇）；如Tris、PBS、HEPES等。

添加防止聚集劑：加入甘油、蔗糖、鹽（KCl、NaCl）、精氨酸、谷氨酸等常見穩(wěn)定劑。

使用還原劑：如DTT、β-mercaptoethanol，防止二硫鍵異常交聯(lián)。

加分子穩(wěn)定劑：比如Triton X-100、Tween-20等非離子型表面活性劑低濃度使用。

3. 結(jié)構(gòu)與純度調(diào)整

點突變工程：針對疏水暴露、易聚集區(qū)，點突變?yōu)楦H水的氨基酸，如將暴露的Leu/Val/Met改為Ser/Asp等。

融合標(biāo)簽：如GST、MBP、SUMO等大標(biāo)簽有助于提高蛋白溶解性，減少聚集。

分步純化/稀釋濃度：降低濃度、或分做小批量，每步都加穩(wěn)定劑。

4. 存儲與處理改進(jìn)

分裝凍存，避免多次凍融。

低溫保存（4°C/-80°C等），加甘油/蔗糖等保護(hù)劑。

避免劇烈攪動、強(qiáng)烈震蕩。

5. 重新折疊處理

對于已形成包涵體的蛋白：

用高濃度尿素/鹽酸胍變性，稀釋下逐步除去變性劑，緩慢復(fù)性。

結(jié)合稀釋、加入分子伴侶、小分子穩(wěn)定劑等輔助復(fù)性。

三、實驗判定與優(yōu)化流程

用**SEC（凝膠過濾/體積排阻層析）**或DLS（動態(tài)光散射）分析蛋白單體/聚體比例。

SDS-PAGE判定不溶蛋白聚集。

逐步調(diào)整上述方法，檢測蛋白活性與聚集比例。

小結(jié)：

蛋白聚體形成的主要原因是結(jié)構(gòu)不穩(wěn)定、疏水暴露、環(huán)境不適等，解決方法可通過表達(dá)參數(shù)優(yōu)化、穩(wěn)定劑添加、工程突變、適宜儲存等進(jìn)行改善。具體步驟根據(jù)蛋白類型和應(yīng)用場景調(diào)整。